El DGP es una forma de diagnóstico genético que se realiza antes de la implantación. Esto implica que los ovocitos de la paciente deben fertilizarse in vitro y los embriones deben mantenerse en cultivo hasta que se establezca el diagnóstico. También es necesario realizar una biopsia de estos embriones para obtener material sobre el que realizar el diagnóstico. El diagnóstico en sí puede llevarse a cabo utilizando varias técnicas, dependiendo de la naturaleza de la afección estudiada. Por lo general, los métodos basados en PCR se utilizan para los trastornos monogénicos y FISH para las anomalías cromosómicas y para sexar aquellos casos en los que no se dispone de un protocolo de PCR para una enfermedad ligada al cromosoma X. Estas técnicas deben adaptarse para realizarse en blastómeros y deben probarse exhaustivamente en modelos unicelulares antes de su uso clínico. Finalmente, después del reemplazo embrionario, los embriones sobrantes de buena calidad no afectados pueden crioconservarse, descongelarse y transferirse de nuevo en un ciclo siguiente.

Obtención de embrioseditar

Actualmente, todos los embriones con DGP se obtienen mediante tecnología de reproducción asistida, aunque en el pasado se intentó el uso de ciclos naturales y la fertilización in vivo seguida de lavado uterino, que ahora se abandona en gran medida. Para obtener un grupo grande de ovocitos, las pacientes se someten a estimulación ovárica controlada (HOC). La HOC se lleva a cabo en un protocolo de agonistas, utilizando análogos de la hormona liberadora de gonadotrofinas (GnRH) para la desensibilización hipofisaria, combinado con gonadotrofinas menopáusicas humanas (hMG) o hormona estimulante del folículo recombinante (FSH), o en un protocolo de antagonistas utilizando FSH recombinante combinada con un antagonista de la GnRH de acuerdo con la evaluación clínica del perfil del paciente (edad, índice de masa corporal (IMC), parámetros endocrinos). La hCG se administra cuando se observan al menos tres folículos de más de 17 mm de diámetro medio en una ecografía transvaginal. La recuperación de ovocitos guiada por ultrasonido transvaginal está programada 36 horas después de la administración de hCG. La suplementación en fase lútea consiste en la administración intravaginal diaria de 600 µg de progesterona micronizada natural.

Los ovocitos se desnudan cuidadosamente de las células cúmulos, ya que estas células pueden ser una fuente de contaminación durante el DGP si se utiliza tecnología basada en PCR. En la mayoría de los ciclos reportados, la inyección intracitoplasmática de espermatozoides (ICSI) se usa en lugar de la FIV. Las razones principales son evitar la contaminación con espermatozoides residuales adheridos a la zona pelúcida y evitar fallas inesperadas en la fertilización. El procedimiento ICSI se lleva a cabo en ovocitos metafase-II maduros y la fertilización se evalúa 16-18 horas después. El desarrollo del embrión se evalúa cada día antes de la biopsia y hasta su transferencia al útero de la mujer. Durante la etapa de escisión, la evaluación del embrión se realiza diariamente sobre la base del número, el tamaño, la forma celular y la tasa de fragmentación de los blastómeros. En el día 4, se puntuaron los embriones en función de su grado de compactación y se evaluaron los blastocistos de acuerdo con la calidad del tricectodermo y la masa celular interna, y su grado de expansión.

Procedimientos de biopsiaeditar

Dado que el DGP se puede realizar en células de diferentes etapas de desarrollo, los procedimientos de biopsia varían en consecuencia. Teóricamente, la biopsia se puede realizar en todas las etapas de preimplantación, pero solo se han sugerido tres: en ovocitos no fertilizados y fertilizados (para cuerpos polares, PBs), en embriones en fase de escisión del tercer día (para blastómeros) y en blastocistos (para células trofectodermas).

El procedimiento de biopsia siempre implica dos pasos: la apertura de la zona pelúcida y la extracción de las células. Existen diferentes enfoques para ambos pasos, que incluyen tecnología mecánica, química y física (solución ácida de Tyrode) y láser para la ruptura de la zona pelúcida, extrusión o aspiración para la eliminación de PBs y blastómeros, y hernia de células trofectodérmicas.

Biopsia de cuerpo polareditar

Una biopsia de cuerpo polar es el muestreo de un cuerpo polar, que es una pequeña célula haploide que se forma concomitantemente como un óvulo durante la ovogénesis, pero que generalmente no tiene la capacidad de ser fertilizada. En comparación con una biopsia de blastocisto, una biopsia de cuerpo polar puede ser potencialmente de menor costo, efectos secundarios menos dañinos y más sensible a la detección de anomalías. La principal ventaja del uso de cuerpos polares en DGP es que no son necesarios para la fertilización exitosa o el desarrollo embrionario normal, lo que garantiza que no tengan efectos perjudiciales para el embrión. Una de las desventajas de la biopsia de BP es que solo proporciona información sobre la contribución materna al embrión, por lo que se pueden diagnosticar casos de trastornos autosómicos dominantes y ligados al cromosoma X hereditarios maternos que se transmiten exclusivamente por vía materna, y los trastornos autosómicos recesivos solo se pueden diagnosticar parcialmente. Otro inconveniente es el mayor riesgo de error de diagnóstico, por ejemplo, debido a la degradación del material genético o a eventos de recombinación que conducen a primeros cuerpos polares heterocigotos.

Biopsia en etapa de escisión (biopsia de blastómeros)Editar

La biopsia en etapa de escisión generalmente se realiza la mañana del tercer día después de la fertilización, cuando los embriones en desarrollo normal alcanzan la etapa de ocho células. La biopsia generalmente se realiza en embriones con menos del 50% de fragmentos anucleados y en una etapa de desarrollo de 8 células o posterior. Un orificio en la zona pelúcida y uno o dos blastómeros que contiene un núcleo ligeramente aspirada o extruido a través de la abertura.La principal ventaja de la biopsia en estadio de escisión sobre el análisis de PB es que se puede estudiar el aporte genético de ambos padres. Por otro lado, los embriones en etapa de escisión tienen una alta tasa de mosaicismo cromosómico, lo que pone en duda si los resultados obtenidos en uno o dos blastómeros serán representativos para el resto del embrión. Es por esta razón que algunos programas utilizan una combinación de biopsia de PB y biopsia de blastómeros. Además, la biopsia en etapa de escisión, como en el caso de la biopsia de BP, produce una cantidad muy limitada de tejido para el diagnóstico, lo que requiere el desarrollo de técnicas de PCR unicelular y FISH.Aunque teóricamente la biopsia de BP y la biopsia de blastocitos son menos dañinas que la biopsia en la etapa de escisión, este sigue siendo el método prevalente. Se utiliza en aproximadamente el 94% de los ciclos de DGP informados al Consorcio de DGP de ESHRE. Las razones principales son que permite un diagnóstico más seguro y completo que la biopsia de BP y aún deja tiempo suficiente para terminar el diagnóstico antes de que los embriones deban reemplazarse en el útero de la paciente, a diferencia de la biopsia de blastocitos.De todas las etapas de escisión, generalmente se acuerda que el momento óptimo para la biopsia es en la etapa de ocho células. Es el diagnóstico más seguro que el pp de la biopsia y, a diferencia de la biopsia de blastocisto, permite el diagnóstico de los embriones antes del día 5. En esta etapa, las células todavía son totipotentes y los embriones aún no se compactan. Aunque se ha demostrado que hasta una cuarta parte de un embrión humano puede extraerse sin interrumpir su desarrollo, aún queda por estudiar si la biopsia de una o dos células se correlaciona con la capacidad del embrión para desarrollarse, implantarse y crecer hasta un embarazo a término.

No todos los métodos de apertura de la zona pelúcida tienen la misma tasa de éxito porque el bienestar del embrión y/o del blastómero puede verse afectado por el procedimiento utilizado para la biopsia. Se analizó la perforación de la zona con solución de Tirodo ácido (ZD) en comparación con la disección parcial de la zona (PZD) para determinar qué técnica conduciría a embarazos más exitosos y tendría menos efecto en el embrión y/o el blastómero. ZD utiliza una enzima digestiva como la pronasa, lo que la convierte en un método de perforación química. Los productos químicos utilizados en ZD pueden tener un efecto perjudicial en el embrión. PZD utiliza un microagujero de vidrio para cortar la zona pelúcida, lo que lo convierte en un método de disección mecánica que normalmente necesita manos expertas para realizar el procedimiento. En un estudio que incluyó a 71 parejas, la ZD se realizó en 26 ciclos de 19 parejas y la PZD se realizó en 59 ciclos de 52 parejas. En el análisis unicelular, hubo una tasa de éxito de 87,5% en el grupo PZD y de 85,4% en el grupo ZD. La edad materna, el número de ovocitos recuperados, la tasa de fertilización y otras variables no difirieron entre los grupos ZD y PZD. Se encontró que la DZP condujo a una tasa significativamente mayor de embarazo (40,7% frente a 15,4%), embarazo en curso (35,6% frente a 11,5%) e implantación (18,1% frente a 5,7%) que la DZP. Esto sugiere que el uso del método mecánico de la DZP en biopsias de blastómeros para el diagnóstico genético preimplantacional puede ser más competente que el uso del método químico de la DZP. El éxito de la PZD sobre la ZD podría atribuirse al agente químico en la ZD que tiene un efecto dañino en el embrión y/o el blastómero. Actualmente, el método predominante de apertura de la zona pelúcida es la perforación de la zona con láser. El uso de un láser es una técnica más fácil que el uso de medios mecánicos o químicos. Sin embargo, la perforación con láser podría ser perjudicial para el embrión y es muy costosa para los laboratorios de fertilización in vitro, especialmente cuando el DGP no es un proceso frecuente en los tiempos modernos. El DZP podría ser una alternativa viable a estas cuestiones.

Biopsias de blastocistoseditar

En un intento de superar las dificultades relacionadas con las técnicas unicelulares, se ha sugerido realizar biopsias de embriones en la etapa de blastocisto, proporcionando una mayor cantidad de material de partida para el diagnóstico. Se ha demostrado que si hay más de dos células presentes en el mismo tubo de muestra, los principales problemas técnicos de la PCR de una sola célula o de la FISH prácticamente desaparecerían. Por otro lado, como en el caso de la biopsia en etapa de escisión, las diferencias cromosómicas entre la masa celular interna y el trofectodermo (TE) pueden reducir la precisión del diagnóstico, aunque se ha informado que este mosaicismo es menor que en embriones en etapa de escisión.

La biopsia de TE ha demostrado ser exitosa en modelos animales como conejos, ratones y primates. Estos estudios muestran que la eliminación de algunas células TE no es perjudicial para el desarrollo in vivo del embrión.

La biopsia en estadio de blastocisto humano para DGP se realiza haciendo un agujero en el ZP en el tercer día de cultivo in vitro. Esto permite que el TE en desarrollo sobresalga después de la blastulación, facilitando la biopsia. En el quinto día después de la fertilización, se extirpan aproximadamente cinco células de la TE utilizando una aguja de vidrio o energía láser, dejando al embrión en gran medida intacto y sin pérdida de masa celular interna. Después del diagnóstico, los embriones pueden ser reemplazados durante el mismo ciclo, o criopreservados y transferidos en un ciclo posterior.

Este enfoque tiene dos inconvenientes, debido a la etapa en la que se realiza. En primer lugar, solo aproximadamente la mitad de los embriones preimplantados alcanzan la etapa de blastocisto. Esto puede restringir el número de blastocistos disponibles para biopsia, limitando en algunos casos el éxito del DGP. Mc Arthur y compañeros de trabajo informan que el 21% de los ciclos de DGP iniciados no tenían embriones adecuados para la biopsia de TE. Esta cifra es aproximadamente cuatro veces mayor que el promedio presentado por los datos del consorcio de DGP de ESHRE, donde el BP y la biopsia en estadio de escisión son los métodos reportados predominantes. Por otro lado, retrasar la biopsia hasta esta última etapa de desarrollo limita el tiempo para realizar el diagnóstico genético, lo que dificulta volver a hacer una segunda ronda de PCR o volver a hibridar las sondas de PECES antes de que los embriones se transfieran de nuevo al paciente.

Muestreo de células cúmulaseditar

El muestreo de células cúmulas se puede realizar además de un muestreo de cuerpos polares o células del embrión. Debido a las interacciones moleculares entre las células cúmulas y los ovocitos, se puede realizar un perfil de expresión génica de las células cúmulas para estimar la calidad de los ovocitos y la eficacia de un protocolo de hiperestimulación ovárica, y puede predecir indirectamente la aneuploidía, el desarrollo embrionario y los resultados del embarazo.

Métodos de Cribado Genético Preimplantacional no Invasivos (NIPGS)Editar

La biopsia embrionaria tradicional puede ser invasiva y costosa. Por lo tanto, los investigadores tienen una búsqueda continua para encontrar métodos menos invasivos para las pruebas genéticas preimplantacionales. Recientemente se han publicado estudios sobre nuevos métodos no invasivos de cribado genético preimplantacional (NIPG), como el fluido blastocoel y los medios de embriones gastados, como alternativa a los métodos tradicionales

Pruebas de Cribado Genético Preimplantacional utilizando el fluido Blastocoel (BF)Durante un proceso normal de FIV, las buenas prácticas para vitrificar embriones aumentan las posibilidades de un embarazo saludable. Durante el proceso de vitrificación, una ráfaga desarrollada se deshidrata y ella y su cavidad blastocoel colapsan para el proceso de congelación. Hay muchos métodos que se han utilizado para facilitar el colapso, incluido el pulso láser, el micropipeteo repetido, la punción de microagujas o la microsucción, normalmente este fluido se descartaría, sin embargo, con las pruebas genéticas preimplantacionales de LB, este fluido se guarda y luego se prueba para detectar ADN. Se cree que este ADN proviene de células que han pasado por apoptosis que se encuentran en el embrión en desarrollo

Pruebas Genéticas de Preimplantación utilizando un Medio Condicionado de Cultivo de Blastocitos (BCCM)Otro método para las pruebas genéticas de preimplantación menos invasivas implica probar el medio de cultivo en el que el embrión se ha desarrollado. Se ha observado que el embrión libera fragmentos de ADN de las células que han muerto dentro del período de incubación. Con este conocimiento, los científicos han razonado que podrían aislar este ADN y usarlo para pruebas genéticas preimplantacionales

Los beneficios y las consecuencias de las pruebas genéticas preimplantacionales menos invasivas Mientras que hay evidencia contradictoria sobre si los métodos más tradicionales de las pruebas genéticas preimplantacionales son dañinos para el embrión, hay métodos más nuevos para métodos de prueba menos invasivos e igualmente efectivos. A tal efecto, hemos recurrido a las pruebas genéticas preimplantacionales utilizando fluido blastocoel y medios embrionarios gastados. Un problema de estas alternativas es la cantidad mínima de ADN que hay para trabajar. Otra pregunta muy importante es si esta tecnología es precisa o no. Ambas preocupaciones fueron abordadas recientemente por Kuznyetsov. Kuznyetsov decidió usar ambos métodos combinando la cantidad de ADN recuperado de ambas técnicas. Luego, una vez que se aisló el ADN, se usó para pruebas genéticas preimplantacionales. Los resultados mostraron que cuando se utilizaron en combinación los dos métodos Fluido de Blastocisto y Medio Gastado de Embrión, se mostró una tasa de cordancia para la copia cromosómica completa de 87.5% en comparación con el trofectodermo, 96,4% en comparación con el blastocisto completo (patrón oro). Además, después de la amplificación utilizando este nuevo método, pudieron producir 25,0-54,0 ng/ul de ADN por muestra. Con métodos tradicionales como el trofectodermo, recolectaron de 10 a 44 ng/ul

Técnicas de análisis genéticoedItar

La hibridación fluorescente in situ (FISH) y la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) son las dos tecnologías de primera generación comúnmente utilizadas en el DGP. La PCR se usa generalmente para diagnosticar trastornos monogénicos y la FISH se usa para detectar anomalías cromosómicas (por ejemplo, detección de aneuploidías o translocaciones cromosómicas). En los últimos años, varios avances en las pruebas de DGP han permitido mejorar la exhaustividad y precisión de los resultados disponibles en función de la tecnología utilizada. Recientemente se desarrolló un método que permite fijar placas metafásicas a partir de blastómeros individuales. Esta técnica junto con FISH, m-FISH puede producir resultados más confiables, ya que el análisis se realiza en placas metafásicas completas

Además de FISH y PCR, se está probando la secuenciación del genoma de una sola célula como método de diagnóstico genético preimplantacional. Esto caracteriza la secuencia completa de ADN del genoma del embrión.

FISHEdit

FISH es el método más comúnmente aplicado para determinar la constitución cromosómica de un embrión. En contraste con el cariotipo, se puede usar en cromosomas interfásicos, de modo que se puede usar en muestras de PBs, blastómeros y TE. Las células se fijan en portaobjetos de microscopio de vidrio y se hibridan con sondas de ADN. Cada una de estas sondas son específicas para una parte de un cromosoma, y están marcadas con un fluorocromo.

Dual FISH se consideró una técnica eficaz para determinar el sexo de los embriones humanos de preimplantación y la capacidad adicional de detectar números anormales de copias cromosómicas, lo que no es posible a través de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR).

Actualmente, un gran panel de sondas está disponible para diferentes segmentos de todos los cromosomas, pero el número limitado de fluorocromos diferentes limita el número de señales que se pueden analizar simultáneamente.

el tipo y El número de sondas que se utilizan en una muestra depende de la indicación. Para la determinación del sexo (utilizado por ejemplo cuando no se dispone de un protocolo de PCR para un trastorno ligado al cromosoma X dado), se aplican sondas para los cromosomas X e Y junto con sondas para uno o más autosomas como control interno de FISH. Se pueden agregar más sondas para verificar si hay aneuploidías, particularmente aquellas que podrían dar lugar a un embarazo viable (como una trisomía 21). El uso de sondas para cromosomas X, Y, 13, 14, 15, 16, 18, 21 y 22 tiene el potencial de detectar el 70% de las aneuploidías encontradas en abortos espontáneos.

Para poder analizar más cromosomas en la misma muestra, se pueden realizar hasta tres rondas consecutivas de PECES. En el caso de reordenamientos cromosómicos, deben elegirse combinaciones específicas de sondas que flanqueen la región de interés. Se considera que la técnica FISH tiene una tasa de error entre el 5 y el 10%.

El principal problema del uso de PECES para estudiar la constitución cromosómica de embriones es la elevada tasa de mosaicismo observada en la etapa de preimplantación humana. Un metaanálisis de más de 800 embriones llegó al resultado de que aproximadamente el 75% de los embriones preimplantados son mosaicos, de los cuales aproximadamente el 60% son mosaicos diploides–aneuploides y aproximadamente el 15% son mosaicos aneuploides. Li y compañeros de trabajo encontraron que el 40% de los embriones diagnosticados como aneuploides en el día 3 resultaron tener una masa celular interna euploide en el día 6. Staessen y colaboradores encontraron que el 17,5% de los embriones diagnosticados como anormales durante el GPS, y sometidos a un reanálisis post-DGP, también contenían células normales, y el 8,4% se encontraron macroscópicamente normales. Como consecuencia, se ha cuestionado si una o dos células estudiadas de un embrión son realmente representativas del embrión completo, y si los embriones viables no se descartan debido a las limitaciones de la técnica.

PCREdit

Kary Mullis concibió la PCR en 1985 como una reproducción in vitro simplificada del proceso in vivo de replicación del ADN. Aprovechando las propiedades químicas del ADN y la disponibilidad de polimerasas de ADN termoestables, la PCR permite el enriquecimiento de una muestra de ADN para una secuencia determinada. La PCR proporciona la posibilidad de obtener una gran cantidad de copias de un tramo particular del genoma, lo que hace posible un análisis posterior. Es una tecnología altamente sensible y específica, lo que la hace adecuada para todo tipo de diagnósticos genéticos, incluido el DGP. Actualmente, existen muchas variaciones diferentes en la propia PCR, así como en los diferentes métodos para el análisis posterior de los productos de PCR.

Cuando se utiliza PCR en DGP, uno se enfrenta a un problema que no existe en el análisis genético de rutina: las pequeñas cantidades de ADN genómico disponible. Como el DGP se realiza en células individuales, la PCR debe adaptarse y empujarse a sus límites físicos, y usar la cantidad mínima de plantilla posible: que es una cadena. Esto implica un largo proceso de ajuste de las condiciones de la PCR y una susceptibilidad a todos los problemas de la PCR convencional, pero varios grados se intensificaron. El elevado número de ciclos de PCR necesarios y la cantidad limitada de plantillas hacen que la PCR monocelular sea muy sensible a la contaminación. Otro problema específico de la PCR unicelular es el fenómeno de abandono de alelos (ADO). Consiste en la no amplificación aleatoria de uno de los alelos presentes en una muestra heterocigota. El ADO compromete seriamente la fiabilidad de la DGP, ya que un embrión heterocigoto podría ser diagnosticado como afectado o no afectado, dependiendo de qué alelo no se amplificaría. Esto es particularmente preocupante en el DGP para trastornos autosómicos dominantes, donde el ADO del alelo afectado podría conducir a la transferencia de un embrión afectado.

Se han desarrollado varios ensayos basados en PCR para diversas enfermedades, como los genes de repetición de tripletes asociados con la distrofia miotónica y el cromosoma X frágil en células somáticas humanas individuales, gametos y embriones.

NGSEdit

A partir de 2014, se está realizando la secuenciación de próxima generación (NGS) en el PGT. El NGS, también conocido como secuenciación paralela masiva, es un grupo de técnicas capaces de secuenciar grandes cantidades de ADN a un costo y tiempo razonables. Puede darnos una perspectiva general del genoma completo del embrión, incluido el mitocondrial. Esas técnicas se basan en la secuenciación de lecturas cortas de alrededor de 400 bases cada una y la superposición de estas lecturas con un potente software de alineación.

Asimismo, el NGS también nos permite detectar aneuploidías en los 24 cromosomas y defectos de un solo gen cuando hay una indicación de los padres portadores. La principal ventaja es que el NGS puede combinar la detección de aneuploidías y enfermedades monogénicas con una sola biopsia y ha reducido los costos asequibles, haciéndolo más accesible.

Dos ejemplos de NGS son la pirosecuenciación y el terminador de tinte reversible.

Establecer un diagnosticoeditar

El establecimiento de un diagnóstico en DGP no siempre es sencillo. Los criterios utilizados para elegir los embriones que se van a sustituir después de los resultados de FISH o PCR no son iguales en todos los centros.En el caso de los PECES, en algunos centros solo se sustituyen embriones que se encuentren cromosómicamente normales (es decir, que muestren dos señales para los gonosomas y los autosomas analizados) después del análisis de uno o dos blastómeros, y cuando se analicen dos blastómeros, los resultados deben ser concordantes. Otros centros argumentan que los embriones diagnosticados como monosómicos podrían transferirse, porque la falsa monosomía (es decir, la pérdida de una señal de FISH en una célula diploide normal) es el diagnóstico erróneo más frecuente. En estos casos, no hay riesgo de embarazo aneuploide, y los embriones diploides normales no se pierden para la transferencia debido a un error de FISH. Además, se ha demostrado que los embriones diagnosticados como monosómicos en el día 3 (a excepción de los cromosomas X y 21), nunca se desarrollan a blastocisto, lo que se correlaciona con el hecho de que estas monosomías nunca se observan en embarazos en curso.

El diagnóstico y el diagnóstico erróneo en DGP mediante PCR han sido modelados matemáticamente en el trabajo de Navidi y Arnheim y de Lewis y colaboradores. La conclusión más importante de estas publicaciones es que para el diagnóstico eficiente y preciso de un embrión se requieren dos genotipos. Esto puede basarse en un genotipo marcador y de enfermedad vinculado de una sola célula o en genotipos marcador/enfermedad de dos células. Un aspecto interesante explorado en estos trabajos es el estudio detallado de todas las combinaciones posibles de alelos que pueden aparecer en los resultados de la PCR para un embrión en particular. Los autores indican que algunos de los genotipos que se pueden obtener durante el diagnóstico pueden no ser concordantes con el patrón esperado de genotipos marcadores vinculados, pero todavía proporcionan suficiente confianza sobre el genotipo no afectado del embrión. Aunque estos modelos son tranquilizadores, se basan en un modelo teórico y, en general, el diagnóstico se establece sobre una base más conservadora, con el objetivo de evitar la posibilidad de un diagnóstico erróneo. Cuando aparecen alelos inesperados durante el análisis de una célula, dependiendo del genotipo observado, se considera que se ha analizado una célula anormal o que se ha producido contaminación, y que no se puede establecer un diagnóstico. Un caso en el que se puede identificar claramente la anormalidad de la célula analizada es cuando, utilizando una PCR múltiple para marcadores vinculados, solo se encuentran en la muestra los alelos de uno de los progenitores. En este caso, se puede considerar que la célula lleva una monosomía para el cromosoma en el que se encuentran los marcadores o, posiblemente, como haploide. La aparición de un solo alelo que indica un genotipo afectado se considera suficiente para diagnosticar al embrión como afectado, y los embriones que han sido diagnosticados con un genotipo completo no afectado se prefieren para su reemplazo. Aunque esta política puede conducir a un menor número de embriones no afectados aptos para la transferencia, se considera preferible a la posibilidad de un diagnóstico erróneo.

genético Preimplantacional haplotypingEdit

El haplotipado genético preimplantacional (PGH) es una técnica de DGP en la que se identifica un haplotipo de marcadores genéticos que tienen asociaciones estadísticas con una enfermedad diana en lugar de la mutación que causa la enfermedad.

Una vez que se ha establecido un panel de marcadores genéticos asociados para una enfermedad en particular, se puede utilizar para todos los portadores de esa enfermedad. En contraste, ya que incluso una enfermedad monogénica puede ser causada por muchas mutaciones diferentes dentro del gen afectado, los métodos convencionales de DGP basados en encontrar una mutación específica requerirían pruebas específicas de mutación. Por lo tanto, la PGH amplía la disponibilidad de DGP a los casos en los que no se dispone de pruebas específicas de mutación.

La PGH también tiene una ventaja sobre el FISH en que el FISH no suele ser capaz de hacer la diferenciación entre embriones que poseen la forma equilibrada de una translocación cromosómica y aquellos que llevan los cromosomas normales homólogos. Esta incapacidad puede ser gravemente perjudicial para el diagnóstico realizado. PGH puede hacer la distinción que los PECES a menudo no pueden. PGH hace esto mediante el uso de marcadores polimórficos que son más adecuados para reconocer translocaciones. Estos marcadores polimórficos son capaces de distinguir entre embriones que llevaban translocaciones normales, equilibradas y desequilibradas. FISH también requiere más fijación celular para el análisis, mientras que PGH solo requiere la transferencia de células a tubos de reacción en cadena de polimerasa. La transferencia celular es un método más simple y deja menos espacio para el fracaso del análisis.

Transferencia de embriones y criopreservación de embriones sobrantes.

La transferencia de embriones generalmente se realiza en el tercer o quinto día después de la fertilización, el tiempo depende de las técnicas utilizadas para el DGP y los procedimientos estándar del centro de FIV donde se realiza.

Con la introducción en Europa de la política de transferencia de un solo embrión, que tiene como objetivo la reducción de la incidencia de embarazos múltiples después de la terapia antirretroviral, generalmente se reemplaza un embrión o blastocisto temprano en el útero. La gCH sérica se determina el día 12. Si se establece un embarazo, se realiza una ecografía a las 7 semanas para confirmar la presencia de latidos cardíacos fetales. Por lo general, se aconseja a las parejas que se sometan a PND debido al riesgo, aunque bajo, de un diagnóstico erróneo.

No es inusual que después del DGP, haya más embriones adecuados para transferirse de nuevo a la mujer de lo necesario. Para las parejas que se someten a DGP, esos embriones son muy valiosos, ya que el ciclo actual de la pareja puede no conducir a un embarazo continuo. La criopreservación de embriones y su posterior descongelación y reemplazo pueden darles una segunda oportunidad de embarazo sin tener que rehacer los engorrosos y costosos procedimientos de TAR y DGP.