Le DPI est une forme de diagnostic génétique réalisée avant l’implantation. Cela implique que les ovocytes du patient doivent être fécondés in vitro et les embryons maintenus en culture jusqu’à ce que le diagnostic soit établi. Il est également nécessaire d’effectuer une biopsie sur ces embryons afin d’obtenir du matériel sur lequel effectuer le diagnostic. Le diagnostic lui-même peut être effectué en utilisant plusieurs techniques, en fonction de la nature de la condition étudiée. Généralement, les méthodes basées sur la PCR sont utilisées pour les troubles monogéniques et les POISSONS pour les anomalies chromosomiques et pour sexuer les cas dans lesquels aucun protocole de PCR n’est disponible pour une maladie liée à l’X. Ces techniques doivent être adaptées pour être réalisées sur des blastomères et doivent être soigneusement testées sur des modèles unicellulaires avant leur utilisation clinique. Enfin, après le remplacement de l’embryon, les embryons excédentaires non affectés de bonne qualité peuvent être cryoconservés, décongelés et transférés dans un cycle suivant.

Obtention d’embryonSdit

Actuellement, tous les embryons de DPI sont obtenus par procréation assistée, bien que l’utilisation de cycles naturels et de fécondation in vivo suivie d’un lavage utérin ait été tentée dans le passé et soit maintenant largement abandonnée. Afin d’obtenir un grand groupe d’ovocytes, les patientes subissent une stimulation ovarienne contrôlée (COH). La COH est réalisée soit dans un protocole agoniste, utilisant des analogues de l’hormone de libération des gonadotrophines (GnRH) pour la désensibilisation hypophysaire, associée aux gonadotrophines ménopausiques humaines (hMG) ou à l’hormone folliculo-stimulante recombinante (FSH), soit dans un protocole antagoniste utilisant la FSH recombinante associée à un antagoniste de la GnRH selon l’évaluation clinique du profil du patient (âge, indice de masse corporelle (IMC), paramètres endocriniens). L’hCG est administrée lorsqu’au moins trois follicules de plus de 17 mm de diamètre moyen sont vus lors d’une échographie transvaginale. La récupération des ovocytes guidée par échographie transvaginale est programmée 36 heures après l’administration d’hCG. La supplémentation en phase lutéale consiste en une administration intravaginale quotidienne de 600 µg de progestérone micronisée naturelle.

Les ovocytes sont soigneusement dénudés des cellules du cumulus, car ces cellules peuvent être une source de contamination pendant le DPI si une technologie basée sur la PCR est utilisée. Dans la majorité des cycles rapportés, l’injection intracytoplasmique de sperme (ICSI) est utilisée à la place de la FIV. Les principales raisons sont d’éviter la contamination par des spermatozoïdes résiduels adhérant à la zone pellucida et d’éviter un échec de fécondation inattendu. La procédure ICSI est réalisée sur des ovocytes matures en métaphase II et la fécondation est évaluée 16 à 18 heures après. Le développement de l’embryon est évalué chaque jour avant la biopsie et jusqu’au transfert dans l’utérus de la femme. Pendant la phase de clivage, l’évaluation de l’embryon est effectuée quotidiennement sur la base du nombre, de la taille, de la forme cellulaire et du taux de fragmentation des blastomères. Au jour 4, les embryons ont été notés en fonction de leur degré de compactage et les blastocystes ont été évalués en fonction de la qualité du throphectoderme et de la masse cellulaire interne, et de leur degré d’expansion.

Procédures de biopsiemodifier

Comme le DPI peut être réalisé sur des cellules de différents stades de développement, les procédures de biopsie varient en conséquence. Théoriquement, la biopsie peut être réalisée à tous les stades de préimplantation, mais seulement trois ont été suggérés: sur les ovocytes non fécondés et fécondés (pour les corps polaires, PBs), sur les embryons au stade de clivage au troisième jour (pour les blastomères) et sur les blastocystes (pour les cellules trophectodermiques).

La procédure de biopsie comporte toujours deux étapes : l’ouverture de la zone pellucida et l’ablation de la ou des cellules. Il existe différentes approches pour les deux étapes, y compris la technologie mécanique, chimique et physique (solution acide de Tyrode) et la technologie laser pour la rupture de la zone pellucida, l’extrusion ou l’aspiration pour l’élimination du PBs et des blastomères, et la hernie des cellules trophectodermiques.

Biopsie corporelle polairemodifier

Une biopsie corporelle polaire est l’échantillonnage d’un corps polaire, qui est une petite cellule haploïde qui se forme de manière concomitante en tant qu’ovule pendant l’ovogenèse, mais qui n’a généralement pas la capacité d’être fécondée. Par rapport à une biopsie de blastocyste, une biopsie corporelle polaire peut potentiellement être moins coûteuse, moins d’effets secondaires nocifs et plus sensible à la détection des anomalies. Le principal avantage de l’utilisation de corps polaires dans le DPI est qu’ils ne sont pas nécessaires à une fécondation réussie ou à un développement embryonnaire normal, ce qui n’assure aucun effet délétère pour l’embryon. L’un des inconvénients de la biopsie PB est qu’elle ne fournit que des informations sur la contribution maternelle à l’embryon, c’est pourquoi les cas de troubles autosomiques héréditaires dominants et liés à l’X qui sont exclusivement transmis par la mère peuvent être diagnostiqués, et les troubles autosomiques récessifs ne peuvent être que partiellement diagnostiqués. Un autre inconvénient est le risque accru d’erreur de diagnostic, par example dû à la dégradation du matériel génétique ou à des événements de recombinaison qui conduisent à des premiers corps polaires hétérozygotes.

Biopsie au stade de clivage (biopsie des blastomères)Edit

La biopsie au stade de clivage est généralement réalisée le matin du troisième jour après la fécondation, lorsque les embryons en développement normal atteignent le stade de huit cellules. La biopsie est généralement réalisée sur des embryons contenant moins de 50% de fragments anucléés et à un stade de développement à 8 cellules ou ultérieur. Un trou est fait dans la zone pellucida et un ou deux blastomères contenant un noyau sont aspirés doucement ou extrudés à travers l’ouverture.Le principal avantage de la biopsie au stade de clivage par rapport à l’analyse PB est que l’apport génétique des deux parents peut être étudié. D’autre part, les embryons au stade de clivage présentent un taux élevé de mosaïcisme chromosomique, ce qui remet en question la représentativité des résultats obtenus sur un ou deux blastomères pour le reste de l’embryon. C’est pour cette raison que certains programmes utilisent une combinaison de biopsie de PB et de biopsie de blastomères. De plus, la biopsie au stade de clivage, comme dans le cas de la biopsie PB, donne une quantité très limitée de tissu pour le diagnostic, nécessitant le développement de techniques de PCR unicellulaire et de FISH.Bien que théoriquement la biopsie de PB et la biopsie de blastocyste soient moins nocives que la biopsie au stade de clivage, c’est toujours la méthode la plus répandue. Il est utilisé dans environ 94 % des cycles de DPI signalés au Consortium de DPI de l’ESHRE. Les principales raisons sont qu’il permet un diagnostic plus sûr et plus complet que la biopsie PB et laisse encore suffisamment de temps pour terminer le diagnostic avant que les embryons ne soient remplacés dans l’utérus du patient, contrairement à la biopsie par blastocyste.De tous les stades de clivage, il est généralement convenu que le moment optimal pour la biopsie est au stade à huit cellules. Elle est plus sûre sur le plan diagnostique que la biopsie PB et, contrairement à la biopsie par blastocyste, elle permet le diagnostic des embryons avant le jour 5. A ce stade, les cellules sont encore totipotentes et les embryons ne sont pas encore compactés. Bien qu’il ait été démontré que jusqu’à un quart d’un embryon humain peut être retiré sans perturber son développement, il reste à étudier si la biopsie d’une ou deux cellules est en corrélation avec la capacité de l’embryon à se développer davantage, à s’implanter et à devenir une grossesse à terme.

Toutes les méthodes d’ouverture de la zona pellucida n’ont pas le même taux de réussite car le bien-être de l’embryon et/ ou du blastomère peut être affecté par la procédure utilisée pour la biopsie. Le forage de zone avec la solution de Tyrode acide (ZD) a été examiné par rapport à la dissection partielle de zone (PZD) pour déterminer quelle technique conduirait à des grossesses plus réussies et aurait moins d’effet sur l’embryon et / ou le blastomère. ZD utilise une enzyme digestive comme la pronase qui en fait une méthode de forage chimique. Les produits chimiques utilisés dans le ZD peuvent avoir un effet néfaste sur l’embryon. PZD utilise une microaiguille de verre pour couper la zona pellucida, ce qui en fait une méthode de dissection mécanique qui nécessite généralement des mains habiles pour effectuer la procédure. Dans une étude qui comprenait 71 couples, ZD a été réalisée en 26 cycles chez 19 couples et PZD en 59 cycles chez 52 couples. Dans l’analyse cellulaire unique, il y avait un taux de réussite de 87,5% dans le groupe PZD et de 85,4% dans le groupe ZD. L’âge maternel, le nombre d’ovocytes prélevés, le taux de fécondation et d’autres variables ne différaient pas entre les groupes ZD et PZD. Il a été constaté que le PZD entraînait un taux de grossesse significativement plus élevé (40,7% vs 15,4%), une grossesse en cours (35,6% vs 11,5%) et une implantation (18,1% vs 5,7%) que le ZD. Cela suggère que l’utilisation de la méthode mécanique du PZD dans les biopsies de blastomères pour le diagnostic génétique préimplantatoire peut être plus efficace que l’utilisation de la méthode chimique du ZD. Le succès du PZD sur le ZD pourrait être attribué à l’agent chimique du ZD ayant un effet nocif sur l’embryon et / ou le blastomère. Actuellement, le forage de zone à l’aide d’un laser est la méthode prédominante d’ouverture de la zone pellucida. L’utilisation d’un laser est une technique plus facile que l’utilisation de moyens mécaniques ou chimiques. Cependant, le forage au laser pourrait être nocif pour l’embryon et il est très coûteux pour les laboratoires de fécondation in vitro à utiliser, en particulier lorsque le DPI n’est pas un processus répandu à l’époque moderne. Le PZD pourrait être une solution de rechange viable à ces problèmes.

Biopsie du blastocyst

Pour tenter de surmonter les difficultés liées aux techniques unicellulaires, il a été suggéré de biopsier des embryons au stade du blastocyste, fournissant une plus grande quantité de matériel de départ pour le diagnostic. Il a été démontré que si plus de deux cellules sont présentes dans le même tube d’échantillonnage, les principaux problèmes techniques de PCR à cellule unique ou de FISH disparaîtraient pratiquement. D’autre part, comme dans le cas de la biopsie au stade de clivage, les différences chromosomiques entre la masse cellulaire interne et le trophectoderme (TE) peuvent réduire la précision du diagnostic, bien que ce mosaïcisme ait été rapporté plus faible que dans les embryons au stade de clivage.

Il a été démontré que la biopsie se révèle efficace chez des modèles animaux tels que des lapins, des souris et des primates. Ces études montrent que l’élimination de certaines cellules TE n’est pas préjudiciable au développement ultérieur in vivo de l’embryon.

La biopsie au stade du blastocyste humain pour le DPI est réalisée en faisant un trou dans le ZP au troisième jour de la culture in vitro. Cela permet au TE en développement de faire saillie après la blastulation, facilitant la biopsie. Au cinquième jour de la post-fécondation, environ cinq cellules sont excisées du TE à l’aide d’une aiguille de verre ou d’énergie laser, laissant l’embryon en grande partie intact et sans perte de masse cellulaire interne. Après le diagnostic, les embryons peuvent être remplacés au cours du même cycle, ou cryoconservés et transférés dans un cycle ultérieur.

Cette approche présente deux inconvénients, dus au stade auquel elle est réalisée. Premièrement, seulement environ la moitié des embryons préimplantatoires atteignent le stade de blastocyste. Cela peut limiter le nombre de blastocystes disponibles pour la biopsie, limitant dans certains cas le succès du DPI. Mc Arthur et ses collègues rapportent que 21% des cycles de DPI commencés n’avaient pas d’embryon adapté à la biopsie TE. Ce chiffre est environ quatre fois supérieur à la moyenne présentée par les données du consortium ESHRE PGD, où le PB et la biopsie au stade de clivage sont les méthodes rapportées prédominantes. D’autre part, retarder la biopsie à ce stade avancé du développement limite le temps nécessaire pour effectuer le diagnostic génétique, rendant difficile la reprise d’un deuxième cycle de PCR ou la rehybridation des sondes FISH avant le transfert des embryons au patient.

Échantillonnage de cellules de cumulusmodifier

L’échantillonnage de cellules de cumulus peut être effectué en plus d’un échantillonnage de corps polaires ou de cellules de l’embryon. En raison des interactions moléculaires entre les cellules de cumulus et l’ovocyte, le profilage de l’expression génique des cellules de cumulus peut être effectué pour estimer la qualité de l’ovocyte et l’efficacité d’un protocole d’hyperstimulation ovarienne, et peut prédire indirectement l’aneuploïdie, le développement de l’embryon et les résultats de la grossesse.

Méthodes de dépistage génétique préimplantatoire Non invasives (NIPG)Edit

La biopsie embryonnaire traditionnelle peut être invasive et coûteuse. Par conséquent, les chercheurs sont constamment à la recherche de méthodes moins invasives pour les tests génétiques préimplantatoires. Des études sur de nouvelles méthodes de dépistage génétique préimplantatoire non invasives (NIPG) telles que le liquide de blastocoel et les milieux embryonnaires usés ont récemment été publiées comme alternative aux méthodes traditionnelles

Dépistage génétique préimplantatoireLes tests utilisant du liquide de Blastocoel (BF)Pendant un processus normal de FIV, les bonnes pratiques pour vitrifier les embryons augmentent les chances d’une grossesse en bonne santé. Pendant le processus de vitrification, une explosion développée est déshydratée et elle et sa cavité de blastocoel s’effondre pour le processus de congélation. Il existe de nombreuses méthodes qui ont été utilisées pour faciliter l’effondrement, y compris l’impulsion laser, le micropipetage répété, la ponction de microneedle ou la microsuccion Normalement, ce liquide serait ensuite éliminé, mais avec des tests génétiques préimplantatoires de BL, ce liquide est sauvegardé puis testé pour l’ADN. On pense que cet ADN provient de cellules qui ont subi une apoptose dans l’embryon en développement

Tests génétiques préimplantatoires utilisant un Milieu conditionné par culture de Blastocystes (BCCM)Une autre méthode de tests génétiques préimplantatoires moins invasifs consiste à tester le milieu de culture dans lequel l’embryon s’est développé. Il a été noté que l’embryon libère des fragments d’ADN des cellules mortes au cours de la période d’incubation. Grâce à ces connaissances, les scientifiques ont estimé qu’ils pourraient isoler cet ADN et l’utiliser pour des tests génétiques préimplantatoires

Les avantages et les conséquences des tests génétiques préimplantatoires moins invasifs Bien qu’il existe des preuves contradictoires quant à savoir si les méthodes plus traditionnelles de tests génétiques préimplantatoires sont nocives pour l’embryon, il existe de nouvelles méthodes pour des méthodes de test moins invasives et tout aussi efficaces. À cet effet, nous nous sommes tournés vers les tests génétiques préimplantatoires utilisant du liquide de blastocoel et des milieux embryonnaires usés. Un problème à ces alternatives est la quantité minimale d’ADN avec laquelle il faut travailler. Une autre question très importante est de savoir si cette technologie est exacte ou non. Ces deux préoccupations ont récemment été abordées par Kuznyetsov. Kuznyetsov a décidé d’utiliser les deux méthodes en combinant la quantité d’ADN extraite des deux techniques. Ensuite, une fois l’ADN isolé, il a été utilisé pour des tests génétiques préimplantatoires. Les résultats ont montré que lorsque les deux méthodes de Fluide de Blastocyste et de Milieu épuisé par l’embryon étaient utilisées en combinaison, elles montraient un taux de cordance pour l’ensemble de la copie chromosomique de 87.5% par rapport au trophectoderme, 96,4% par rapport à l’ensemble du blastocyste (étalon-or). De plus, après amplification en utilisant cette nouvelle méthode, ils ont pu produire 25,0 à 54,0 ng / ul d’ADN par échantillon. Avec des méthodes traditionnelles telles que le trophectoderme, ils ont collecté de 10 à 44 ng / ul

Techniques d’analyse génétiquedit

L’hybridation in situ fluorescente (FISH) et la réaction en chaîne par polymérase (PCR) sont les deux technologies de première génération couramment utilisées dans le DPI. La PCR est généralement utilisée pour diagnostiquer les troubles monogéniques et le POISSON est utilisé pour la détection d’anomalies chromosomiques (par exemple, le dépistage de l’aneuploïdie ou les translocations chromosomiques). Au cours des dernières années, divers progrès dans les tests de DPI ont permis d’améliorer l’exhaustivité et la précision des résultats disponibles en fonction de la technologie utilisée. Récemment, une méthode a été développée permettant de fixer des plaques métaphasiques à partir de blastomères simples. Cette technique en conjonction avec le POISSON, le m-FISH peut produire des résultats plus fiables, car l’analyse est effectuée sur des plaques métaphasiques entières

En plus du POISSON et de la PCR, le séquençage du génome d’une cellule est testé comme méthode de diagnostic génétique préimplantatoire. Cela caractérise la séquence d’ADN complète du génome de l’embryon.

FISHEdit

Le POISSON est la méthode la plus couramment utilisée pour déterminer la constitution chromosomique d’un embryon. Contrairement au caryotypage, il peut être utilisé sur des chromosomes d’interphase, de sorte qu’il peut être utilisé sur des échantillons de PBs, de blastomères et de TE. Les cellules sont fixées sur des lames de microscope en verre et hybridées avec des sondes à ADN. Chacune de ces sondes est spécifique d’une partie d’un chromosome et est marquée par un fluorochrome.

Le double POISSON a été considéré comme une technique efficace pour déterminer le sexe des embryons humains préimplantatoires et la capacité supplémentaire de détecter des nombres anormaux de copies chromosomiques, ce qui n’est pas possible via la réaction en chaîne par polymérase (PCR).

Actuellement, un grand nombre de sondes sont disponibles pour différents segments de tous les chromosomes, mais le nombre limité de fluorochromes différents limite le nombre de signaux pouvant être analysés simultanément.

Le type et le nombre de sondes utilisées sur un échantillon dépendent de l’indication. Pour la détermination du sexe (utilisée par exemple lorsqu’un protocole de PCR pour un trouble lié à l’X donné n’est pas disponible), des sondes pour les chromosomes X et Y sont appliquées avec des sondes pour un ou plusieurs autosomes comme contrôle interne du POISSON. D’autres sondes peuvent être ajoutées pour vérifier les aneuploïdies, en particulier celles qui pourraient donner lieu à une grossesse viable (comme une trisomie 21). L’utilisation de sondes pour les chromosomes X, Y, 13, 14, 15, 16, 18, 21 et 22 a le potentiel de détecter 70% des aneuploïdies trouvées dans les avortements spontanés.

Afin de pouvoir analyser plus de chromosomes sur le même échantillon, jusqu’à trois séries consécutives de POISSONS peuvent être effectuées. Dans le cas de réarrangements chromosomiques, il faut choisir des combinaisons spécifiques de sondes qui flanquent la région d’intérêt. La technique FISH est considérée comme ayant un taux d’erreur compris entre 5 et 10%.

Le principal problème de l’utilisation de POISSONS pour étudier la constitution chromosomique des embryons est le taux de mosaïcisme élevé observé au stade de préimplantation humaine. Une méta-analyse de plus de 800 embryons a abouti à ce qu’environ 75% des embryons préimplantatoires sont en mosaïque, dont environ 60% en mosaïque diploïde–aneuploïde et environ 15% en mosaïque aneuploïde. Li et ses collègues ont constaté que 40% des embryons diagnostiqués comme aneuploïdes au jour 3 avaient une masse cellulaire interne euploïde au jour 6. Staessen et ses collaborateurs ont constaté que 17,5% des embryons diagnostiqués comme anormaux pendant la PGS et soumis à une réanalyse post-PGD contenaient également des cellules normales et que 8,4% étaient très normaux. En conséquence, on s’est demandé si les une ou deux cellules étudiées à partir d’un embryon sont réellement représentatives de l’embryon complet et si les embryons viables ne sont pas jetés en raison des limites de la technique.

PCREdit

Kary Mullis a conçu la PCR en 1985 comme une reproduction simplifiée in vitro du processus in vivo de réplication de l’ADN. Tirant parti des propriétés chimiques de l’ADN et de la disponibilité d’ADN polymérases thermostables, la PCR permet l’enrichissement d’un échantillon d’ADN pour une certaine séquence. La PCR offre la possibilité d’obtenir une grande quantité de copies d’un tronçon particulier du génome, ce qui rend possible une analyse plus approfondie. C’est une technologie très sensible et spécifique, ce qui la rend adaptée à toutes sortes de diagnostics génétiques, y compris le DPI. Actuellement, de nombreuses variantes existent sur la PCR elle-même, ainsi que sur les différentes méthodes d’analyse postérieure des produits de PCR.

Lors de l’utilisation de la PCR dans le DPI, on est confronté à un problème inexistant dans l’analyse génétique de routine: les quantités infimes d’ADN génomique disponible. Comme le DPI est réalisé sur des cellules individuelles, la PCR doit être adaptée et poussée à ses limites physiques, et utiliser le minimum de gabarit possible: un brin. Cela implique un long processus de réglage fin des conditions de PCR et une susceptibilité à tous les problèmes de la PCR conventionnelle, mais intensifiée de plusieurs degrés. Le nombre élevé de cycles de PCR nécessaires et la quantité limitée de matrice rendent la PCR monocellulaire très sensible à la contamination. Un autre problème spécifique à la PCR unicellulaire est le phénomène de décrochage des allèles (ADO). Il consiste en la non-amplification aléatoire de l’un des allèles présents dans un échantillon hétérozygote. ADO compromet sérieusement la fiabilité du DPI car un embryon hétérozygote pourrait être diagnostiqué comme affecté ou non affecté selon l’allèle qui ne s’amplifierait pas. Ceci est particulièrement préoccupant dans le DPI pour les troubles autosomiques dominants, où l’ADO de l’allèle affecté pourrait conduire au transfert d’un embryon affecté.

Plusieurs tests basés sur la PCR ont été développés pour diverses maladies telles que les gènes de répétition triplets associés à la dystrophie myotonique et à l’X fragile dans des cellules somatiques humaines uniques, des gamètes et des embryons.

NGSEdit

Depuis 2014, le séquençage de nouvelle génération (NGS) est effectué dans le PGT. Le NGS, également connu sous le nom de séquençage parallèle massif, est un groupe de techniques capables de séquencer de grandes quantités d’ADN à un coût et un temps raisonnables. Cela peut nous donner une perspective générale du génome complet de l’embryon, y compris le génome mitochondrial. Ces techniques sont basées sur le séquençage de lectures courtes autour de 400 bases chacune et le chevauchement de ces lectures avec un puissant logiciel d’alignement.

De même, le NGS nous permet également de détecter des aneuploïdies dans les 24 chromosomes et des défauts d’un seul gène lorsqu’il y a une indication des parents porteurs. Le principal avantage est que le NGS peut combiner la détection des aneuploïdies et des maladies monogéniques avec une seule biopsie et a réduit les coûts abordables, ce qui le rend plus accessible.

Deux exemples de NGS sont le pyroséquençage et le terminateur de colorant réversible.

Établir un diagnosticmodifier

L’établissement d’un diagnostic dans le DPI n’est pas toujours simple. Les critères utilisés pour choisir les embryons à remplacer après les résultats du POISSON ou de la PCR ne sont pas égaux dans tous les centres.Dans le cas des POISSONS, dans certains centres, seuls sont remplacés les embryons qui se révèlent normaux sur le plan chromosomique (c’est-à-dire montrant deux signaux pour les gonosomes et les autosomes analysés) après l’analyse d’un ou deux blastomères, et lorsque deux blastomères sont analysés, les résultats doivent être concordants. D’autres centres soutiennent que les embryons diagnostiqués comme monosomiques pourraient être transférés, car la fausse monosomie (c’est-à-dire la perte d’un signal de POISSON dans une cellule diploïde normale) est l’erreur de diagnostic la plus fréquente. Dans ces cas, il n’y a aucun risque de grossesse aneuploïde et les embryons diploïdes normaux ne sont pas perdus pour le transfert en raison d’une erreur de POISSON. De plus, il a été montré que les embryons diagnostiqués comme monosomiques au jour 3 (à l’exception des chromosomes X et 21), ne se développent jamais en blastocystes, ce qui est corrélé au fait que ces monosomies ne sont jamais observées lors de grossesses en cours.

Le diagnostic et l’erreur de diagnostic dans le DPI à l’aide de la PCR ont été modélisés mathématiquement dans les travaux de Navidi et Arnheim et de Lewis et ses collaborateurs. La conclusion la plus importante de ces publications est que pour le diagnostic efficace et précis d’un embryon, deux génotypes sont nécessaires. Cela peut être basé sur un marqueur lié et des génotypes de maladie à partir d’une seule cellule ou sur des génotypes de marqueur / maladie de deux cellules. Un aspect intéressant exploré dans ces articles est l’étude détaillée de toutes les combinaisons possibles d’allèles pouvant apparaître dans les résultats de la PCR pour un embryon particulier. Les auteurs indiquent que certains des génotypes pouvant être obtenus lors du diagnostic peuvent ne pas être concordants avec le modèle attendu de génotypes marqueurs liés, mais fournissent tout de même une confiance suffisante quant au génotype non affecté de l’embryon. Bien que ces modèles soient rassurants, ils sont basés sur un modèle théorique, et généralement le diagnostic est établi sur une base plus conservatrice, visant à éviter la possibilité d’erreur de diagnostic. Lorsque des allèles inattendus apparaissent lors de l’analyse d’une cellule, selon le génotype observé, on considère qu’une cellule anormale a été analysée ou qu’une contamination s’est produite, et qu’aucun diagnostic ne peut être établi. Un cas dans lequel l’anomalie de la cellule analysée peut être clairement identifiée est lorsque, à l’aide d’une PCR multiplex pour des marqueurs liés, seuls les allèles d’un des parents sont retrouvés dans l’échantillon. Dans ce cas, la cellule peut être considérée comme porteuse d’une monosomie pour le chromosome sur lequel se trouvent les marqueurs, ou, éventuellement, comme haploïde. L’apparition d’un allèle unique indiquant un génotype affecté est considérée comme suffisante pour diagnostiquer l’embryon comme affecté, et les embryons qui ont été diagnostiqués avec un génotype complet non affecté sont préférés pour le remplacement. Bien que cette politique puisse conduire à un nombre plus faible d’embryons non affectés pouvant être transférés, elle est considérée comme préférable à la possibilité d’un diagnostic erroné.

Haplotypage génétique préimplantatoire

L’haplotypage génétique préimplantatoire (PGH) est une technique de DPI dans laquelle un haplotype de marqueurs génétiques qui ont des associations statistiques à une maladie cible est identifié plutôt que la mutation à l’origine de la maladie.

Une fois qu’un panel de marqueurs génétiques associés a été établi pour une maladie particulière, il peut être utilisé pour tous les porteurs de cette maladie. En revanche, étant donné que même une maladie monogénique peut être causée par de nombreuses mutations différentes au sein du gène affecté, les méthodes conventionnelles de DPI basées sur la découverte d’une mutation spécifique nécessiteraient des tests spécifiques à la mutation. Ainsi, la PGH élargit la disponibilité du DPI aux cas où les tests spécifiques à la mutation ne sont pas disponibles.

La PGH présente également un avantage par rapport aux POISSONS en ce sens que les POISSONS ne sont généralement pas capables de faire la différenciation entre les embryons qui possèdent la forme équilibrée d’une translocation chromosomique et ceux qui portent les chromosomes normaux homologues. Cette incapacité peut être gravement nuisible au diagnostic posé. PGH peut faire la distinction que les POISSONS ne peuvent souvent pas. Pour ce faire, PGH utilise des marqueurs polymorphes mieux adaptés à la reconnaissance des translocations. Ces marqueurs polymorphes sont capables de distinguer les embryons qui ont effectué des translocations normales, équilibrées et déséquilibrées. FISH nécessite également plus de fixation cellulaire pour l’analyse alors que la PGH ne nécessite que le transfert de cellules dans des tubes de réaction en chaîne par polymérase. Le transfert cellulaire est une méthode plus simple et laisse moins de place à l’échec de l’analyse.

Transfert d’embryons et cryoconservation d’embryons excédantsdit

Le transfert d’embryons est généralement effectué au troisième ou au cinquième jour après la fécondation, le calendrier dépendant des techniques utilisées pour le DPI et des procédures standard du centre de FIV où il est effectué.

Avec l’introduction en Europe de la politique de transfert d’embryon unique, qui vise à réduire l’incidence des grossesses multiples après un TAR, un embryon ou un blastocyste précoce est généralement remplacé dans l’utérus. L’hCG sérique est déterminée au jour 12. Si une grossesse est établie, une échographie à 7 semaines est effectuée pour confirmer la présence d’un rythme cardiaque fœtal. Il est généralement conseillé aux couples de subir une DPN en raison du risque, bien que faible, d’erreur de diagnostic.

Il n’est pas rare qu’après le DPI, il y ait plus d’embryons aptes à être transférés à la femme que nécessaire. Pour les couples subissant un DPI, ces embryons sont très précieux, car le cycle actuel du couple peut ne pas conduire à une grossesse en cours. La cryoconservation des embryons et la décongélation et le remplacement ultérieurs peuvent leur donner une seconde chance de grossesse sans avoir à refaire les procédures TAR et PGD lourdes et coûteuses.